研究神经系统疾病，多需要体外培养神经干细胞。因此学会大鼠体外神经干细胞的培养方法十分重要。
工具/原料
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手术器械一套 超净工作台 CO2培养箱 培养皿、离心管、加样枪、巴氏吸管 神经组织细胞分离剂、神经干细胞培养基 低速离心机（1000-5000转/分） 光学解剖显微镜、倒置相差显微镜
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新生大鼠
方法/步骤
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1、 实验前准备的试验器具和试剂：高压灭菌细胞培养要用到的器皿：玻璃试管、离心管、玻璃吸管、瓶子、枪头等和各种手术器械。新鲜配置75%酒精。实验前半小时将高压灭菌的所有器械盒放入超净工作台内，紫外线照射至少半小时。如所示，准备这些器具准备在超净工作台上进行紫外消毒。
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分离海马组织，步骤如下：
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制备神经细胞悬液，剪碎海马为1mm3大小的组织块，用0.25%胰酶(或Accutase)37℃消化2min,终止反应1000r/min离心3min, 弃去胰酶。加入种植液（neuralbasal +2%B27+0.5% L-glutamine），吹打形成细胞悬液。将细胞悬液加入培养皿中( 3ml/皿/30mm)。
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观察体外培养的神经干细胞的生长发育情况，第一天培养显微镜拍照如下：
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培养24小时后再在显微镜下观察，如下图所示：
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培养第四天后，在显微镜下观察，如图所示：
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培养第7天的，在显微镜下观察，如下图所示：
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总结一下，从培养当天开始到培养第7天，细胞形态的模式图如下所示：
注意事项
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实验材料要新鲜，从活体分离材料后要低温保存，并尽快进行细胞分离实验。
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无菌操作。
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用酶分离细胞时，注意酶浓度和消化时间。机械分离细胞时，注意动作要轻，减少细胞损伤。
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培养液的选择。不同的细胞有对培养液中营养的要求不同，根据所分离细胞的特性选择
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